Evaluación Microscópica de la Morfología Espermática

J. Gadea, E. Sellés, A. Nombela, R. Romar, C. Matás, S. Ruiz

Departamento de Biología Animal (Fisiología Animal). Facultad de Veterinaria. Universidad de Murcia. Fax: 968-364147 e-mail: jgadea@um.es    

 

Introducción

La evaluación de la calidad seminal es una de las herramientas en el estudio de la fertilidad de nuestros animales domésticos. En este sentido se han desarrollado un gran número de sofisticadas pruebas que analizan las diferentes funciones de la célula espermática (Woelders, 1990). Sin embargo, a nivel práctico se siguen utilizando los clásicos análisis seminales consistentes básicamente en evaluar: la motilidad espermática, la vitalidad espermática (mediante el empleo de una tinción que marca selectivamente aquellos espermatozoides que tienen alterada su membrana) y las alteraciones de la morfología espermática.

Es por lo que el objetivo del presente trabajo es exponer diferentes imágenes de las alteraciones morfológicas más significativas de los espermatozoides de algunas de nuestras especies domésticas.

 

Material y métodos

Se utilizó semen fresco de la especie porcina y canina y semen congelado descongelado de toro.

Obtención de semen porcino

La extracción de semen se realizó por el método manual, recogiendo únicamente la fracción rica del eyaculado sobre un vaso de precipitado que se encontraba localizado en el interior de un termo debidamente atemperado a 37°C y cubierto con una gasa estéril para filtrar las partículas contaminantes y las secreciones de la glándula de Cowper.

Tras la recogida se transportó el semen obtenido al laboratorio adjunto para realizar una primera valoración, la dilución en Beltsville Thawing Solution BTS (Pursel y Johnson, 1975) y la preparación de las dosis seminales.

Fig. 1. A y B. Recogida seminal en la especie porcina. C. Espermatozoides porcinos que presentan una gota citoplasmática distal y cola en látigo. D. Doble porción intermedia. E. Espermatozoide con dos cabezas. F. Cabeza espermática de forma redondeada. G. Espermatozide macrocefálico y con doble porción intermedia.

Obtención de semen canino

El semen se obtuvo por manipulación digital. Tras la limpieza de la zona prepucial, se realizó un masaje enérgico de la base del pene que permite la exteriorización del pene y el proceso de eyaculación. La recogida del semen se realizó mediante el uso de un cono de látex unido a un tubo atemperado.

Fig. 3. A. Obtención del semen canino. B. Espermatozoide canino con cola en ovillo y acrosoma alterado (contraste de fases x1000). C. Espermatozoides vivos (blancos) de morfología normal. Espermatozoide muerto (rosado) con presencia de gota citoplasmática distal. D. Espermatozoides vivos (blancos) con una cola en látigo y célula muerta (rosado) con presencia de gota citoplasmática distal. Tinción eosina-nigrosina (x1000).

Descongelación de semen bovino

Pajuelas comerciales de 0.25 ml fueron descongeladas por inmersión en un baño de 37ºC durante 12 segundos para ser diluido en 1 ml en una solución de citrato sódico al 2.92 % (p/v).

Evaluación de las morfoanomalías

La valoración de la morfología espermática se realizó tras la fijación de las muestras en una solución salina (0.9 % p/v) con formaldehído a una concentración de 0.3 %. Se observó una muestra de 10 µl en un microscopio de contraste de fases a 1000 aumentos con objetivo de inmersión (Pursel et al., 1972).

Otra muestra de semen fue teñida con una solución de eosina-nigrosina en tampón de citrato sódico y observado con microscopia de campo claro (Bamba, 1988). Esta tinción permite evaluar la vitalidad de los espermatozoides y al mismo tiempo observar la morfología de los mismos.

Finalmente, para la observación el microscopio electrónico de barrido se fijaron las muestras espermáticas en una solución de gluteraldehido al 2% y posteriormente fueron tratadas con tetraóxido de osmio, deshidratadas en una serie de baños de alcoholes y sometidos a un baño de oro, para finalmente ser observados en un microscopio electrónico de barrido JEOL-6100.

Las morfoanomalías se clasificaron en:

Presencia de gota citoplasmática proximal.

Presencia de gota citoplasmática distal.

Colas en látigo.

Colas en ovillo.

Otras (alteraciones de la cabeza, colas y cabezas sueltas, colas dobles, etc.).

 

Resultados y discusión

En las figuras se muestran algunas de las alteraciones morfológicas que de manera frecuente se encuentran en los análisis seminales.

 

Fig. 2. Espermatozoides porcinos observados con microscopio electrónico de barrido. A. Espermatozoide morfológicamente normal junto a otro gameto con cola en látigo (flecha). B. Espermatozoide con cola en látigo. C. Espermatozoides con cola flexionada y colas en látigo. D. Cola en látigo y extensa contaminación bacteriana.

Fig. 4. Espermatozoides de toro. A. Cabeza piriforme. B. Espermatozoide con cola flexionada sobre gota citoplasmática distal.

La presencia de gotas citoplásmicas se corresponden con gametos que no han completado el proceso de maduración espermática en el que hay una perdidad del material citoplasmático. Estas gotas se clasifican en proximales y distales en relación a su proximidad a la cabeza espermática. Esta alteración morfológica es la más frecuente de las encontradas (Gadea et al., 1998) y su presencia indica una falta de adaptación entre la producción espermática y el ritmo de recogida.

La cola en látigo y la cola en ovillo tienen su origen en el tránsito por el epidídimo (Holt, 1982). La frecuencia de aparición de estas alteraciones suele ser reducida, sin embargo tienen una gran importancia funcional, ya que imposibilitan el movimiento progresivo del espermatozoide.

Se han descrito un gran número de alteraciones de la forma y tamaño de la cabeza (Bonet y Briz, 1991; Briz et al., 1996), entre las que se encuentran la micro- y la macro-cefalia, cabezas redondeadas, piriformes, etc. El origen de estas malformaciones es tipo primario, es decir de origen testicular, sin embargo no está bien aclaradas las causas que llevan a la formación de estas alteraciones morfológicas.

 

Referencias

• Bamba K. Evaluation of acrosomal integrity of boar spermatozoa by bright field microscopy using an eosin-nigrosin stain. Theriogenology 1988; 29: 1245-1251.
• Bonet S, Briz MD New data on aberrant spermatozoa in the ejaculate of sus domesticus. Theriogenology 1991;35:725-731.
• Briz MD, Bonet S, Pinart B, Camps R. Sperm malformations throughout the boar epididyma duct. Anim Reprod Sci 1996; 43:221-239.
• Gadea J, Matás C, Lucas X. Prediction of porcine semen fertility by homologous in vitro penetration (hIVP) assay. Anim Reprod Sci 1998; 54: 95-108.
• Holt W. Epididymal origin of a coiled-tail sperm defect in a boar. J Reprod Fertil 1982;64: 485-489.
• Pursel VG, Johnson LA. Freezing of boar spermatozoa: Fertilizing capacity with concentrated semen in a new thawing procedure. J Anim Sci 1975; 40:90-102.
• Pursel VG, Johnson LA, Rampacek GB. Acrosome morphology of boar spermatozoa incubated before cold shock. J Anim Sci 1972; 34: 278-283.
• Woelders H. Overview of in vitro methods for evaluation of semen quality. 2^d Intl. Conf. Deep Freezing Boar Semen. 1990. Beltsville, MD, USA. 145-164.

* Este trabajo ha sido financiado con Fondos FEDER (Proyecto 1FD-97-0501).

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